有這樣一種疾病，其發(fā)病患者通常是3-5歲的孩童，患者一開始會出現進行性肌無力癥狀，在12歲左右慢慢失去了行走能力，它就是杜氏肌營養(yǎng)不良癥（Duchenne muscular dystrophy, DMD）。

近年來，在社會各方力量的持續(xù)關注和努力下，國內對DMD的社會認知度有了一定的提高，診療技術、藥物研發(fā)也在不斷向前推進著。據悉，Sarepta Therapeutics公司已向FDA提交了一份生物制品許可申請（BLA），SRP-9001有望成為第一款通過AAV治療DMD的基因療法；Cure Rare Disease也在今年取得新進展，其研發(fā)的CRD-TMH-001是首款獲批進入DMD臨床試驗階段的CRISPR基因編輯療法。

01 關于DMD的臨床表現
DMD是一種由編碼肌營養(yǎng)不良蛋白的基因Dystrophin突變引起的罕見的致命性神經肌肉遺傳病，全世界每3500-5000名男性中就有一人發(fā)生。DMD的癥狀通常出現在嬰幼兒身上，患者可能會經歷發(fā)育遲緩、站立困難等，然后逐漸喪失獨立進行日常活動的能力，最終出現呼吸困難和心力衰竭。該病是普遍致命的，患者通常會死于20多歲。目前其發(fā)病機制尚未闡明，現有治療只能減緩患者肌肉萎縮進程，延長3-5年行走能力，增強心肺功能。

02 DMD基因治療的研究現狀
DMD疾病發(fā)現于19世紀，也是如今大熱的基因治療領域中最受關注的疾病之一。這是由于該疾病的致病基因十分明確，該基因在保證人類正常肌肉結構和功能中是不可或缺的。作為一個超大基因，DMD長度超過2.2 M bp，這也導致了它潛在發(fā)生突變位點的數量大大增加。其突變類型以基因內缺失為主，且存在一段“突變熱點”區(qū)域，即基因缺失的高發(fā)點為外顯子45-55區(qū)，外顯子2-19區(qū)則次之。

DMD的基因治療方法主要有外顯子跳躍和AAV補充mini基因，但因需要不斷給藥及研究模型的缺陷，基于CRISPR基因編輯的治療手段作為一種破局新策略應運而生。有文獻表明，CRISPR治療可以在單個外顯子人源化小鼠（Δ50;h51KI）及TG大片段點人源化疾病小鼠（hDMDΔ52/mdx）上起到治療效果，前者刪除了突變外顯子51，后者能做到大片段的跳躍，適合50%以上患者。我們可以來了解下當前研發(fā)進程中3種具有代表性的藥物：
 

03 人源化小鼠帶來的研發(fā)新局面
隨著模式動物和基因治療的發(fā)展，基因治療對模式動物提出了更高的要求，而人源化小鼠模型是提高臨床前研究效率重要的一環(huán)。這里為大家列舉一些DMD藥物研發(fā)常用的小鼠模型以供參考：
 

在諸多的研究方法中，MDX小鼠突變點并不是熱點突變區(qū)，單個外顯子人源化及TG模型也存在著明顯不足。基于此種現狀，賽業(yè)生物自主研發(fā)的TurboKnockout融合了BAC重組進行技術創(chuàng)新，在小鼠的基因上實現原位替換，人源化小鼠模型更加適合不同ASO、gRNA的篩選，可以在mRNA、蛋白質和功能水平上進行比較，并滿足藥代動力學和藥效學等實驗需求。

熱點區(qū)域的部分人源化/突變疾病的小鼠模型
人源化區(qū)域可以覆蓋基因治療管線的熱點區(qū)域，也可以用ASO和CRISPR療法進行熱點突變基因的單個及多個跳躍療法。

DMD全人源化小鼠模型
賽業(yè)生物擁有超大片段打靶能力，DMD部分人源化小鼠模型已實現，針對DMD基因超過2.2M bp的長度，賽業(yè)正在布局DMD的全人源化模型，攻克基因組中已知最大的基因打靶難題，構建一款可以適用于所有點突變的致病機理及基因編輯治療的臨床前研究的動物模型。

此外，針對脊髓性肌萎縮、自主神經功能異常、視網膜色素變性等神經/眼科疾病，賽業(yè)生物開發(fā)了一系列基因敲除的小鼠模型和人源化小鼠模型，也可以根據你的研究需求實現個性化定制。我們誠邀神經/眼科相關的研究人員們共同探討，賽業(yè)生物期待與你一同為患者的康復之路奉獻力量。
 

Part 1 神經

Part 2 眼科

 

人源化小鼠如何構建？
人源化小鼠有哪些應用方向？
人源化小鼠如何助力遺傳病基因治療研究？
 

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• Mendell J R, Sahenk Z, Lehman K, et al. Assessment of systemic delivery of rAAVrh74. MHCK7. micro-dystrophin in children with Duchenne muscular dystrophy: a nonrandomized controlled trial[J]. JAMA neurology, 2020, 77(9): 1122-1131.
• Wells D J, Wells K E, Asante E A, et al. Expression of human full-length and minidystrophin in transgenic mdx mice: implications for gene therapy of Duchenne muscular dystrophy[J]. Human Molecular Genetics, 1995, 4(8): 1245-1250.
• Lee T, Awano H, Yagi M, et al. 2′-O-methyl RNA/ethylene-bridged nucleic acid chimera antisense oligonucleotides to induce dystrophin exon 45 skipping[J]. Genes, 2017, 8(2): 67.
• Deng J, Zhang J, Shi K, et al. Drug development progress in duchenne muscular dystrophy[J]. Frontiers in pharmacology, 2022, 13.
• Veltrop M, van Vliet L, Hulsker M, et al. A dystrophic Duchenne mouse model for testing human antisense oligonucleotides[J]. Neuromuscular Disorders, 2016, 26: S128-S129.
• Aoki Y, Nakamura A, Yokota T, et al. In-frame dystrophin following exon 51-skipping improves muscle pathology and function in the exon 52–deficient mdx mouse[J]. Molecular Therapy, 2010, 18(11): 1995-2005.
• Zhang Y, Li H, Nishiyama T, et al. A humanized knockin mouse model of Duchenne muscular dystrophy and its correction by CRISPR-Cas9 therapeutic gene editing[J]. Molecular Therapy-Nucleic Acids, 2022, 29: 525-537.