注意事項 

推薦在混合前使用Opti-MEM I低血清培養基(Cat. No. 31985-062)稀釋 Lipofectamine 2000和核酸。 

轉染過程中勿向培養基中添加抗生素，以免造成細胞死亡。 

不同批實驗請保持細胞接種條件相同。 

請檢測無血清培養基與Lipofectamine 2000的兼容性，因為一些無血清培養 基(如CD293, SFM II, VP-SFM等)可能抑制陽離子脂質體介導的轉染。

脂質體RNAi或siRNA轉染

下列步驟適用于24孔板培養的哺乳動物細胞，至于其他培養材料，請參考轉染規模調整，所有數量和體積均是按每孔計算。

1. 轉染前一日，將細胞接種于500 μl不含抗生素的培養基中，使其在轉染時長 至30-50%融合。

2. 轉染液制備，每孔細胞用量如下：

A. 用50 μl Opti-ME I低血清培養基(或者其他無血清培養基)稀釋20 pmol siRNA(轉染時siRNA終濃度為33 nM)，輕輕混勻。

B. 使用前輕輕搖勻Lipofectamine 2000，然后取1 μl Lipofectamine 2000在 50 μl Opti-ME I培養基中稀釋，室溫孵育5分鐘。注意：請在25分鐘內進行下一步操作

C. 將前兩步所稀釋的DNA和Lipofectamine 2000混合(使總體積為100 μl)， 輕輕混勻，室溫放置20分鐘(溶液可出現渾濁)。

3. 在每孔細胞中加入100 μl轉染液，輕輕搖勻。 37℃培養24-96小時后檢測基因表達，轉染4-6小時后可更換培養基。

脂質體siRNA轉染優化

可調整siRNA與Lipofectamine 2000的用量以優化轉染，在24孔板，siRNA可在10-50 pmol之間調整，Lipofectamine 2000可在0.5-1.5 μl之間調整，在增加細胞密度時也應優化轉染劑量。更多RNAi轉染技巧可參考《成功RNAi七步法》

脂質體DNA轉染

下列步驟適用于24孔板培養的哺乳動物細胞，至于其他培養材料，請參考轉染規模調整，所有數量和體積均是按孔計算。大部分細胞系所使用的DNA(μg)與Lipofectamin 2000(μl)的比值為1:2到1:3，轉染高密度細胞可獲得高轉染效率、高表達水平和低細胞毒性。優化轉染是必需的(見優化脂粒DNA轉染)。

1. 貼壁細胞：轉染前一天每孔0.5-2×105個細胞接種于500 μl不含抗生素的培 養基中，在轉染時細胞可長至90-95%融合。 懸浮細胞：在配制轉染液前每孔4-8×105個細胞接種于500 μl不含抗生素的培養基中。

2. 轉染液制備，每孔細胞用量如下：

A. 用50μl Opti-ME I低血清培養基(或者其他無血清培養基)稀釋質粒DNA，輕輕混勻。 B. 使用前輕輕搖勻Lipofectamine 2000，然后取適量Lipofectamine 2000在50 μl Opti-ME I培養基中稀釋，室溫孵育5分鐘。注意：請在25分鐘內進行下一步操作。

C. 將前兩步所稀釋的DNA和Lipofectamine 2000混合(使總體積為100μl)，輕輕混勻，室溫放置20分鐘(溶液可出現渾濁)。注意：轉染復合物常溫下可在6小時內保持穩定。

3. 在每孔細胞中加入100 μl轉染液，輕輕搖勻。

4. 37℃培養18-48小時后檢測基因表達，轉染4-6小時后可更換培養基。

5. 對于穩定轉染，在轉染24小時后以1:10稀釋接種于新鮮培養基中，第二天可加入選擇培養基。

優化脂質體DNA轉染

可通過改變細胞密度、質粒DNA密度和Lipofectamine 2000濃度以優化轉染。要保證細胞融合在90%以上，DNA (μg): Lipofectamin 2000 (μl)可在1:0.5到1:5之間進行調整。

轉染規模調整

不同培養材料轉染液、細胞和培養基的用量按照培養材料面積換算。在96孔板細胞高通量自動分析系統，推薦每孔使用50 μl轉染液。注意：在96孔板，可將細胞直接接種于轉染液中以實現快速轉染，直接在培養板中配制轉染液100μl，直接將細胞加入培養板中，其密度為上述方法的2倍，細胞在轉染液中可正常貼壁。

產品特點:

Lipofectamine 2000轉染真核細胞具有以下優點： 

對多種細胞和培養器皿具有很高的轉染效率，成功轉染的細胞系

核酸-Lipofectamine 2000復合物(轉染液)可直接加入細胞培養基中，不管 培養基是否含有血清。 

轉染后不必去除轉染液，或者改變或添加培養基，但轉染4-6小時后可去除 轉染液